Podwójna haploidalność

Podwójny haploid (DH) to genotyp powstały, gdy komórki haploidalne przechodzą podwojenie chromosomów. Sztuczna produkcja podwojonych haploidów jest ważna w hodowli roślin .

Komórki haploidalne są wytwarzane z pyłku lub komórek jajowych lub z innych komórek gametofitu , a następnie przez indukowane lub spontaniczne podwojenie chromosomów powstaje podwójna komórka haploidalna, z której można wyhodować roślinę podwójnie haploidalną. Jeśli pierwotna roślina była diploidalna , komórki haploidalne są monoploidalne , a termin podwojony monoploid może być używany do podwojonych haploidów. Organizmy haploidalne pochodzące z tetraploidalnych lub heksaploidalnych są czasami nazywane dihaploidami (a podwojone dihaploidy to odpowiednio tetraploidalne lub heksaploidalne).

Konwencjonalne procedury chowu wsobnego wymagają sześciu pokoleń, aby osiągnąć w przybliżeniu całkowitą homozygotyczność , podczas gdy podwójna haploidia osiąga to w jednym pokoleniu. Rośliny dihaploidalne pochodzące z tetraploidalnych roślin uprawnych mogą być ważne dla programów hodowlanych obejmujących diploidalne dzikie krewne roślin uprawnych.

Historia

Pierwszy raport o haploidalnej roślinie został opublikowany przez Blakeslee i in. (1922) w Datura stramonium . Następnie haploidy odnotowano u wielu innych gatunków. Guha i Maheshwari (1964) opracowali pylników do produkcji haploidów w laboratorium. Wytwarzanie haploidów przez szerokie krzyżowanie odnotowano w jęczmieniu (Kasha i Kao, 1970) i tytoniu (Burk i in. , 1979). Tytoń, rzepak i jęczmień są gatunkami najbardziej wrażliwymi na produkcję podwojonych haploidów. Metodologie podwojonych haploidów zastosowano obecnie do ponad 250 gatunków.

Produkcja podwojonych haploidów

Podwojone haploidy można wytwarzać in vivo lub in vitro . Zarodki haploidalne są wytwarzane in vivo przez partenogenezę , pseudogamię lub eliminację chromosomów po szerokim krzyżowaniu. Haploidalny zarodek jest ratowany, hodowany, a podwojenie chromosomów daje podwojone haploidy. Metody in vitro obejmują gynogenezę ( hodowla jajników i kwiatów) oraz androgenezę (hodowla pylników i mikrospor). Preferowaną metodą jest androgeneza. Inną metodą wytwarzania haploidów jest szerokie krzyżowanie. W jęczmieniu haploidy mogą być wytwarzane przez szerokie krzyżowanie z pokrewnym gatunkiem Hordeum bulbosum ; wpływa to na zapłodnienie, ale we wczesnych stadiach rozwoju nasion H. bulbosum są eliminowane, pozostawiając zarodek haploidalny. W tytoniu ( Nicotiana tabacum ) szeroko stosowane jest szerokie krzyżowanie z Nicotiana africana . Kiedy N. africana jest używana do zapylania N. tabacum , przeżywa od 0,25 do 1,42 procent potomstwa i można je łatwo zidentyfikować jako hybrydy F1 lub haploidy matczyne. Chociaż te wartości procentowe wydają się niewielkie, ogromny plon drobnych nasion i wczesna śmierć większości sadzonek zapewniają znaczną liczbę żywotnych hybryd i haploidów w stosunkowo małych pojemnikach glebowych. Ta metoda zapylania międzygatunkowego służy jako praktyczny sposób wytwarzania haploidów N. tabacum pochodzących z nasion , jako metoda alternatywna lub metoda uzupełniająca do hodowli pylników.

Genetyka populacji DH

W metodzie DH występują tylko dwa typy genotypów dla pary alleli A i a z częstością ½ AA i ½ aa, podczas gdy w metodzie diploidalnej występują trzy genotypy z częstością ¼ AA, ½ Aa, ¼ aa. Tak więc, jeśli AA jest pożądanym genotypem, prawdopodobieństwo uzyskania tego genotypu jest większe w metodzie haploidalnej niż w metodzie diploidalnej. Jeśli n loci się segreguje, prawdopodobieństwo uzyskania pożądanego genotypu wynosi (1/2) n metodą haploidalną i (1/4) n metodą diploidalną. Stąd skuteczność metody haploidalnej jest wysoka, gdy liczba zaangażowanych genów jest duża.

Przeprowadzono badania porównujące metodę DH i inne konwencjonalne metody hodowlane i stwierdzono, że przyjęcie podwójnej haploidii nie prowadzi do żadnych uprzedzeń genotypów w populacjach, a nawet stwierdzono, że losowe DH są zgodne z wybraną linią wyprodukowaną konwencjonalną metodą rodowodową.

Zastosowania hodowli roślin DH

Mapowanie loci cech ilościowych

Większość cech ekonomicznych jest kontrolowana przez geny o niewielkich, ale skumulowanych skutkach. Chociaż potencjał populacji DH w genetyce ilościowej był rozumiany od jakiegoś czasu, dopiero pojawienie się map markerów molekularnych dało impuls do ich wykorzystania w identyfikacji loci kontrolujących cechy ilościowe. Ponieważ loci cech ilościowych (QTL) są niewielkie i w dużym stopniu zależą od czynników środowiskowych, potrzebne jest dokładne fenotypowanie z replikowanymi próbami. Jest to możliwe w przypadku organizmów o podwójnej haploidalności ze względu na ich prawdziwy charakter hodowlany i ponieważ można je wygodnie produkować w dużych ilościach. Korzystając z populacji DH, zmapowano 130 cech ilościowych w dziewięciu gatunkach roślin uprawnych. W sumie do wykrywania QTL wykorzystano 56 populacji DH.

Krzyżowanie wsteczne

W konwersji wstecznej krzyżowania geny są introgresowane z odmiany dawcy lub gatunku spokrewnionego do elitarnej linii biorcy poprzez wielokrotne krzyżowanie wsteczne . Problemem w tej procedurze jest możliwość zidentyfikowania linii niosących interesującą cechę w każdym pokoleniu. Problem jest szczególnie dotkliwy, jeśli cecha będąca przedmiotem zainteresowania jest recesywna, ponieważ po każdej krzyżówce wstecznej będzie obecna tylko w stanie heterozygotycznym. Rozwój markerów molekularnych zapewnia łatwiejszą metodę selekcji w oparciu o genotyp (marker), a nie fenotyp. W połączeniu z podwójną haploidią staje się bardziej efektywna. W konwersji krzyżowania wstecznego wspomaganego markerem rodzic-biorca jest krzyżowany z linią dawcy, a hybryda (F1) jest krzyżowana wstecznie z biorcą. Otrzymane pokolenie (BC1) krzyżuje się wstecznie i proces powtarza aż do uzyskania pożądanych genotypów. Połączenie podwójnej haploidii i markera molekularnego zapewnia skrót. W samym pokoleniu krzyżowania wstecznego można wybrać genotyp o interesującej go postaci i przekształcić go w genotyp homozygotyczny o podwójnej haploidalności. Chen i in. (1994) wykorzystali konwersję krzyżowania wstecznego wspomaganą markerami z podwójną haploidią osobników BC1, aby wyselekcjonować paski odporne na rdzę w jęczmieniu.

Analiza segregantów luzem (BSA)

W analizie segregacji zbiorczej populacja jest przeszukiwana pod kątem interesującej cechy, a genotypy na dwóch skrajnych końcach tworzą dwie grupy. Następnie dwie masy są badane na obecność lub brak markerów molekularnych. Ponieważ masy mają kontrastować w allelach, które przyczyniają się do pozytywnych i negatywnych efektów, każdy polimorfizm markera między dwiema masami wskazuje na powiązanie między markerem a cechą będącą przedmiotem zainteresowania. BSA zależy od dokładnego fenotypowania, a populacja DH ma szczególną zaletę, ponieważ jest prawdziwą hodowlą i może być wielokrotnie testowana. Populacje DH są powszechnie stosowane w analizie segregacji zbiorczej, która jest popularną metodą w hodowli wspomaganej markerami. Metodę tę stosowano głównie do rzepaku i jęczmienia.

Mapy genetyczne

Mapy genetyczne są bardzo ważne dla zrozumienia struktury i organizacji genomów, z których można wywnioskować wzorce ewolucji i związki synteniczne między gatunkami. Mapy genetyczne zapewniają również ramy do mapowania interesujących genów i szacowania wielkości ich skutków oraz pomagają w zrozumieniu powiązań genotyp/fenotyp. Populacje DH stały się standardowymi zasobami w mapowaniu genetycznym gatunków, u których DH są łatwo dostępne. Podwojone populacje haploidalne są idealne do mapowania genetycznego. Możliwe jest sporządzenie mapy genetycznej w ciągu dwóch lat od pierwszego krzyżowania, niezależnie od gatunku. Konstrukcja mapy jest stosunkowo łatwa przy użyciu populacji DH pochodzącej z hybrydy dwóch homozygotycznych rodziców, ponieważ oczekiwany współczynnik segregacji jest prosty, tj . 1:1. Populacje DH zostały obecnie wykorzystane do stworzenia map genetycznych jęczmienia, rzepaku, ryżu, pszenicy i pieprzu. Populacje DH odegrały ważną rolę w ułatwieniu generowania map markerów molekularnych w ośmiu gatunkach upraw.

Badania genetyczne

Współczynniki genetyczne i wskaźniki mutacji można odczytać bezpośrednio z populacji haploidalnych. Do wykazania, że gen karłowatości w jęczmieniu jest zlokalizowany na chromosomie 5H, wykorzystano małą populację podwójnego haploidalnego (DH). W innym badaniu analizowano segregację szeregu markerów w jęczmieniu.

Genomika

Chociaż analiza QTL wygenerowała ogromną ilość informacji na temat lokalizacji genów i wielkości wpływu na wiele cech, identyfikacja zaangażowanych genów pozostaje nieuchwytna. Wynika to ze słabej rozdzielczości analizy QTL. Rozwiązaniem tego problemu byłoby wytworzenie rekombinowanej linii z substytucją chromosomu lub schodkowo wyrównanych rekombinowanych linii wsobnych. W tym przypadku krzyżowanie wsteczne przeprowadza się aż do wystąpienia pożądanego poziomu rekombinacji i stosuje się markery genetyczne do wykrywania pożądanych zrekombinowanych linii podstawień chromosomowych w regionie docelowym, który można utrwalić za pomocą podwójnej haploidii. Stwierdzono, że w ryżu markery molekularne są powiązane z głównymi genami i QTL pod kątem odporności na zarazę ryżu, zarazę bakteryjną i zarazę pochewkową na mapie utworzonej z populacji DH.

Elitarne przejście

Tradycyjne metody hodowlane są powolne, a rozwój odmiany zajmuje 10–15 lat. Inną wadą jest nieefektywność selekcji we wczesnych pokoleniach z powodu heterozygotyczności . Te dwie wady mogą zostać przezwyciężone przez DH, a więcej elitarnych krzyżówek może zostać ocenionych i wybranych w krótszym czasie.

Rozwój odmiany

Jednorodność jest ogólnym wymogiem uprawianej linii u większości gatunków, którą można łatwo uzyskać poprzez produkcję DH. Istnieją różne sposoby wykorzystania DH w produkcji odmian. Same linie DH mogą być wypuszczane jako odmiany uprawne, mogą być wykorzystywane jako rodzice w produkcji odmian mieszańcowych lub bardziej pośrednio w tworzeniu linii rozpłodowych i ochronie plazmy zarodkowej. Jęczmień ma ponad 100 bezpośrednich odmian DH. Według opublikowanych informacji istnieje obecnie około 300 odmian pochodzących od DH w 12 gatunkach na całym świecie.

Znaczenie DH w hodowli roślin znacznie wzrosło w ostatnich latach dzięki opracowaniu protokołów dla 25 gatunków. Podwojona haploidia już teraz odgrywa ważną rolę w produkcji warzyw z odmian mieszańcowych, a potencjał produkcji roślin ozdobnych jest intensywnie badany. DH są również opracowywane w zielu leczniczym Valeriana officinalis , aby wybrać linie o wysokiej aktywności farmakologicznej. Innym interesującym osiągnięciem jest to, że płodne homozygotyczne linie DH mogą być wytwarzane u gatunków, które mają systemy samoniezgodności.

Zalety DH

Zdolność do tworzenia linii homozygotycznych po pojedynczej rundzie rekombinacji oszczędza hodowcom roślin dużo czasu. Z badań wynika, że losowe DH są porównywalne z wybranymi liniami w chowu wsobnym rodowodowym. Inne zalety to opracowanie dużej liczby linii homozygotycznych, wydajna analiza genetyczna i opracowanie markerów przydatnych cech w znacznie krótszym czasie. Bardziej konkretne korzyści obejmują możliwość rozmnażania nasion jako alternatywy dla rozmnażania wegetatywnego w roślinach ozdobnych oraz w gatunkach takich jak drzewa, u których długie cykle życiowe i depresja wsobna wykluczają tradycyjne metody hodowlane, podwójna haploidia zapewnia nowe alternatywy.

Wady DH

Główną wadą populacji DH jest to, że selekcji nie można narzucić populacji. Ale w konwencjonalnej hodowli selekcja może być praktykowana przez kilka pokoleń: w ten sposób można poprawić pożądane cechy w populacji.

W haploidach wytworzonych z kultury pylników obserwuje się, że niektóre rośliny są aneuploidami, a niektóre mieszanymi typami haploidalno-diploidalnymi. Inną wadą związaną z podwójną haploidią jest koszt związany z założeniem hodowli tkankowej i obiektów do wzrostu. Nadmierne użycie podwójnej haploidii może zmniejszyć zmienność genetyczną w hodowlanej plazmie zarodkowej. Dlatego przed zastosowaniem podwójnej haploidii w programach hodowlanych należy wziąć pod uwagę kilka czynników.

Wnioski

Postęp technologiczny zapewnił obecnie protokoły DH dla większości rodzajów roślin. Liczba gatunków podatnych na podwójną haploidię osiągnęła oszałamiającą liczbę 250 w ciągu zaledwie kilku dekad. Skuteczność reagowania również uległa poprawie wraz ze stopniowym usuwaniem gatunków z kategorii opornych. Tym samym zapewni większą efektywność hodowli roślin.

Samouczki

Ardiel, GS, Grewal, TS, Deberdt, P., Rossnagel, BG i Scoles, GJ 2002. Dziedziczenie odporności na głownię okrytą w jęczmieniu i rozwój ściśle powiązanego markera SCAR. Genetyka teoretyczna i stosowana 104:457-464.
Blakelsee, AF, Belling, J., Farhnam, ME i Bergner, AD1922. Haploidalny mutant w chwastach Jimson, Datura stramonium. Nauka 55:646-647.
Burk, LG, Gerstel, DU i Wernsman, EA 1979. Matczyne haploidy Nicotiana tabacum L. z nasion. Nauka 206:585.
Chen, FQ, D.Prehn, PM Hayes, D.Mulrooney, A. Corey i H.Vivar. 1994. Mapowanie genów odporności na rdzę pasiastą jęczmienia (Puccinia striiformis f. sp. Hordei). Genetyka teoretyczna i stosowana. 88:215-219.
Friedt, W., Breun, J., Zuchner, S. i Foroughi-Wehr, B. 1986. Wartość porównawcza androgenetycznej podwojonej linii haploidalnej i konwencjonalnie selekcjonowanej linii jęczmienia jarego. Hodowla roślin 97:56-63.
Guha, S. i Maheswari, SC 1964. Produkcja zarodków in vitro z pylników bielunia. Natura 204:497.
Immonen, S. i H. Anttila. 1996. Sukces w hodowli pylników żyta. Vortr. Pflanzenzuchtg. 35:237-244.
Kasha, KJ i Kao, KN 1970. Produkcja haploidów o wysokiej częstotliwości w jęczmieniu (Hordeum vulgare L.). Natura 225: 874-876.
Kearsey, MJ 2002. Analiza QTL: Problemy i (możliwe) rozwiązania. P. 45-58. W: MS Kang (red.), Genetyka ilościowa, genomika i hodowla roślin. Publikacja CABI, CAB International.
Maluszyński, M., Kasha KJ, Forster, BP i Szarejko, I. 2003. Produkcja podwojonych haploidalnych roślin uprawnych: podręcznik. Kluwer Academic Publ., Dordrecht, Boston, Londyn.
Paterson, AH, Deverna, JW, Lanin, B. i Tanksley, S. 1990. Dokładne mapowanie loci cech ilościowych przy użyciu wybranych nakładających się rekombinowanych chromosomów w międzygatunkowej krzyżówce pomidora. Genetyka 124:735-741.
Schon, C., M. Sanchez, T. Blake'a i premiera Hayesa. 1990. Segregacja markerów mendlowskich w podwojonej haploidzie i potomstwie F2 krzyżówki jęczmienia. Hereditas 113:69-72.
Thomas, WTB, B. Gertson i BP Forster. 2003. Podwojone haploidy w hodowli str. 337-350. w: M. Maluszyński, KJ Kasha, BP Forster i I. Szarejko (red.), Podwojona produkcja haploidów w roślinach uprawnych: Podręcznik. Kluwer Academic Publ., Dordrecht, Boston, Londyn.
Thomas, WTB, Newton, AC, Wilson, A., Booth, A., Macaulay, M. i Keith, R. 2000. Rozwój rekombinowanych linii substytucyjnych chromosomów: zasób jęczmienia. Raport roczny SCRI 1999/2000, 99-100.
Thomas, WTB, Powell, W. i Wood, W. 1984. Lokalizacja chromosomalna genu karłowatości obecnego w odmianie jęczmienia jarego Golden Promise. Dziedziczność 53:177-183.
Wang, Z., G. Taramino, D.Yang, G. Liu, SV Tingey, GH Miao i GL Wang. 2001. Ryżowe EST z genem odporności na choroby lub sekwencjami podobnymi do genów odpowiedzi obronnej zmapowanymi do regionów zawierających główne geny odporności lub QTL. Genetyka molekularna i genomika . 265:303-310.
William, KJ, Taylor, SP, Bogacki, P., Pallotta, M., Bariana, HS i Wallwork, H. 2002. Mapowanie genu odporności Rlnn 1 na uszkodzenie korzenia nicienia (Pratylenchus zaniedban) w pszenicy. Genetyka teoretyczna i stosowana 104:874-879.
Winzeler, H., Schmid, J. i Fried, PM 1987. Wydajność polowa androgenetycznej podwójnie haploidalnej linii pszenicy jarej w porównaniu z linią wybraną przez system rodowodowy. Hodowla roślin 99:41-48.
Yi, HY, Rufty, RC, Wernsman, EA i Conkling, MC 1998. Mapowanie genu odporności na nicienie korzeniowe (Rk) w tytoniu za pomocą markerów RAPD. Choroba roślin 82:1319-1322.