Sygnalizacja wapniowa u Arabidopsis

Sygnalizacja wapniowa u Arabidopsis to szlak sygnalizacyjny , w którym pośredniczy wapń , który rośliny Arabidopsis wykorzystują w celu reagowania na bodźce. Na tej ścieżce Ca 2+ działa jako jon komunikacyjny dalekiego zasięgu, umożliwiając szybką komunikację w całej roślinie. Ogólnoustrojowe zmiany metabolitów , takich jak glukoza i sacharoza , zachodzą po kilku minutach od bodźca , ale transkrypcja genów następuje w ciągu kilku sekund. Ponieważ hormony , peptydy i RNA przemieszczają się w układzie naczyniowym z mniejszą prędkością niż reakcja roślin na zranienia, wskazuje to, że Ca 2+ musi być zaangażowany w szybką propagację sygnału. Zamiast lokalnej komunikacji z pobliskimi komórkami i tkankami, Ca 2+ wykorzystuje przepływ masowy w układzie naczyniowym, aby pomóc w szybkim transporcie w całej roślinie . Ca 2+ przemieszczając się przez ksylem i łyko działa poprzez system receptorów „sygnatury wapnia” w komórkach, gdzie integruje sygnał i odpowiada aktywacją genów obronnych. Te sygnatury wapniowe kodują informacje o bodźcu, umożliwiając reakcji rośliny dostosowanie się do rodzaju bodźca.

Reakcja na ranę/uszkodzenie wapnia

Różne rodzaje bodźców powodują różne reakcje w roślinie Arabidopsis . Rana lub uszkodzenie rośliny powoduje zmiany potencjału powierzchniowego aktywowanego przez ranę (WASP), które służą jako ostrzeżenie dla nieuszkodzonych tkanek . Ta reakcja na zranienie powoduje depolaryzację błony plazmatycznej , wypływ H+ i Ca 2+ oraz napływ K+, wywołując potencjał czynnościowy . Ten potencjał czynnościowy powoduje wzrost stężenia Ca 2+ w cytozolu, wysyłając w ten sposób wapń do łyka, gdzie rozprzestrzenia się sygnalizacja, i kiedy dociera do tkanek systemowych. Ze względu na różne bodźce odbierane przez roślinę, stres abiotyczny i biotyczny powoduje różne amplitudy , czasy trwania, częstotliwości i lokalizacje stężeń Ca 2+ . Te „sygnatury wapniowe” kodują informacje o naturze bodźca, a różne sygnatury są wykrywane przez różne białka sensoryczne . Ponieważ rośliny roślinożerne są stresorem abiotycznym, Ca 2+ jest wykrywane przez regulatorowe białko ubikwityny , kalmodulinę , która fosforyluje JAV1. Z kolei ubikwitynuje JAV1, więc nie hamuje już biosyntezy JA , powodując szybki wzrost hormonu JA. Ten wzrost sygnalizuje systemowi obronnemu rozpoczęcie transkrypcji indukowanych przez JA genów obronnych przeciwko roślinożercom. Komunikaty ostrzegawcze są generowane i rozprzestrzeniane w całej roślinie do nieuszkodzonych tkanek poprzez WASP, Ca 2+ i sygnały hormonalne, takie jak JA.

Reakcja zimna na wapń

Kiedy roślina Arabidopsis jest poddawana działaniu niskich temperatur, indukuje geny odpowiedzi na zimno. Aby doszło do ekspresji genów zimna, obecne na powierzchni roślin receptory COLD1 wyczuwają niską temperaturę i aktywują kanały Ca 2+ , do których należą: MCA1, MCA2 i inne nieokreślone kanały. Aktywacja kanałów Ca 2+ pozwala Ca 2+ wniknąć do komórki i zwiększyć komórkowe stężenie Ca 2+ . Stężenie i czas trwania Ca 2+ w komórce determinuje aklimatyzacja roślin do temperatury oraz intensywność i długość trwania zimna. Podczas zwiększonego stężenia Ca 2+ , Ca 2+ jest używany jako drugi przekaźnik zwiększający stężenie kinazy białkowej zależnej od Ca 2+ ( CPK ). W okresach zwiększonego stężenia Ca 2+ Ca 2+ wiąże się również z kalmoduliną na CRLK i AtSR1/ CAMTA3 . Aktywacja CRLK powoduje kaskadę MAPK , która aktywuje szlak MAPK, sygnalizując hamowanie degradacji ICE1: ICE1 koduje czynnik transkrypcyjny , który promuje produkcję genów CBF/ DREB . AtSR1 wiąże się również z promotora CBF i promuje ekspresję genu CBF. Białka transkrypcyjne CBF i DREB są następnie syntetyzowane i wiążą się z promotorem indukowanych zimnem genów DRE i CRT . Wiązanie z regionem promotorowym genów indukowanych zimnem zwiększa szybkość transkrypcji genów zimnych, umożliwiając roślinie Arabidopsis lepszą aklimatyzację do zimna. Ta kaskada sygnalizacyjna Ca 2+ i transkrypcja genów zimna w odpowiedzi na niskie temperatury pozwala roślinom przetrwać.

  1. ^ ab . Johns S, Hagihara T, Toyota M, Gilroy S (kwiecień 2021)    „Szybcy i wściekli: szybka sygnalizacja dalekiego zasięgu u roślin” . Fizjologia roślin . 185 (3): 694–706. doi : 10.1093/plphys/kiaa098 . PMC 8133610 . PMID 33793939 .
  2. ^ a b c    Savatin DV, Gramegna G, Modesti V, Cervone F (2014). „Zranienie w tkance roślinnej: obrona niebezpiecznego przejścia” . Granice w nauce o roślinach . 5 : 470. doi : 10.3389/fpls.2014.00470 . PMC 4165286 . PMID 25278948 .
  3. ^   Yan C, Fan M, Yang M, Zhao J, Zhang W, Su Y i in. (kwiecień 2018). „Uraz aktywuje fosforylację zależną od Ca 2+ / kalmoduliny kompleksu JAV1-JAZ8-WRKY51 dla biosyntezy jasmonianu” . Komórka molekularna . 70 (1): 136–149.e7. doi : 10.1016/j.molcel.2018.03.013 . PMID 29625034 .
  4. ^ a b    Yuan P, Yang T, Poovaiah BW (grudzień 2018). „Reakcja roślin na stres wywołany przez sygnalizację wapniową” . Międzynarodowy Dziennik Nauk Molekularnych . 19 (12): 3896. doi : 10.3390/ijms19123896 . PMC 6320992 . PMID 30563125 .
  5. ^ a b    Zarka DG, Vogel JT, Cook D, Thomashow MF (październik 2003). „Zimna indukcja genów CBF Arabidopsis obejmuje wiele elementów promotora ICE (induktora ekspresji CBF) i obwód regulujący zimno, który jest odczulany przez niską temperaturę” . Fizjologia roślin . 133 (2): 910–918. doi : 10.1104/pp.103.027169 . PMC 219064 . PMID 14500791 .
  6. ^    Chinnusamy V, Ohta M, Kanrar S, Lee BH, Hong X, Agarwal M, Zhu JK (kwiecień 2003). „ICE1: regulator indukowanej zimnem transkryptomu i tolerancji na zamrażanie u Arabidopsis” . Geny i rozwój . 17 (8): 1043–1054. doi : 10.1101/gad.1077503 . PMC 196034 . PMID 12672693 .