Uszkodzenie DNA (występujące naturalnie)

Uszkodzenie DNA to zmiana w strukturze chemicznej DNA , taka jak przerwa w nici DNA, brak nukleozasady w szkielecie DNA lub chemicznie zmieniona zasada, taka jak 8-OHdG . Uszkodzenie DNA może wystąpić naturalnie lub w wyniku czynników środowiskowych, ale wyraźnie różni się od mutacji , chociaż oba są rodzajami błędów w DNA . Uszkodzenie DNA to nieprawidłowa struktura chemiczna DNA, podczas gdy mutacja to zmiana w sekwencji par zasad. Uszkodzenia DNA powodują zmiany w strukturze materiału genetycznego i uniemożliwiają prawidłowe funkcjonowanie i działanie mechanizmu replikacji. Odpowiedź na uszkodzenie DNA (DDR) to złożona ścieżka transdukcji sygnału, która rozpoznaje, kiedy DNA jest uszkodzone i inicjuje odpowiedź komórkową na uszkodzenie.

Uszkodzenia i mutacje DNA mają różne konsekwencje biologiczne. Chociaż większość uszkodzeń DNA można naprawić , taka naprawa nie jest w 100% skuteczna. Nienaprawione uszkodzenia DNA gromadzą się w niereplikujących się komórkach, takich jak komórki mózgu lub mięśni dorosłych ssaków, i mogą powodować starzenie. (Zobacz także teorię starzenia się uszkodzeń DNA .) W replikujących się komórkach, takich jak komórki wyściełające okrężnicę, pojawiają się błędy podczas replikacji po uszkodzeniach w nici matrycy DNA lub podczas naprawy uszkodzeń DNA. Błędy te mogą prowadzić do mutacji lub zmian epigenetycznych . Oba te typy zmian mogą być replikowane i przekazywane kolejnym pokoleniom komórek. Te zmiany mogą zmienić funkcję genu lub regulację ekspresji genu i prawdopodobnie przyczynić się do progresji raka.

W całym cyklu komórkowym istnieją różne punkty kontrolne, aby upewnić się, że komórka jest w dobrym stanie, aby przejść do mitozy. Trzy główne punkty kontrolne znajdują się w G1/s, G2/m oraz w punkcie kontrolnym zespołu wrzeciona regulującym postęp w anafazie. G1 i G2 obejmują skanowanie w poszukiwaniu uszkodzonego DNA. Podczas fazy S komórka jest bardziej podatna na uszkodzenia DNA niż jakakolwiek inna część cyklu komórkowego. Punkt kontrolny G2 sprawdza uszkodzone DNA i kompletność replikacji DNA.

typy

Uszkodzenia DNA, które występują naturalnie, mogą wynikać z procesów metabolicznych lub hydrolitycznych . Metabolizm uwalnia związki, które uszkadzają DNA, w tym między innymi reaktywne formy tlenu , reaktywne formy azotu , reaktywne formy karbonylowe , produkty peroksydacji lipidów i czynniki alkilujące , podczas gdy hydroliza rozszczepia wiązania chemiczne w DNA. Naturalnie występujące oksydacyjne uszkodzenia DNA powstają co najmniej 10 000 razy na komórkę dziennie u ludzi i aż 100 000 na komórkę dziennie u szczurów, jak udokumentowano poniżej.

Uszkodzenia oksydacyjne DNA mogą powodować ponad 20 rodzajów zmienionych zasad, jak również pęknięcia pojedynczej nici.

Inne rodzaje endogennych uszkodzeń DNA, podane poniżej wraz z częstością ich występowania, obejmują depurację , depirymidynację , pęknięcia dwuniciowe , O6-metyloguaniny i deaminację cytozyny .

DNA może zostać uszkodzone również przez czynniki środowiskowe. Czynniki środowiskowe, takie jak światło UV, promieniowanie jonizujące i chemikalia genotoksyczne. Widełki replikacyjne mogą zostać zablokowane z powodu uszkodzonego DNA, a pęknięcia podwójnej nici są również formą uszkodzenia DNA.

Częstotliwości

Poniższa lista pokazuje niektóre częstotliwości, z jakimi codziennie pojawiają się nowe, naturalnie występujące uszkodzenia DNA, w wyniku endogennych procesów komórkowych.

Uszkodzenia oksydacyjne
- Ludzie na komórkę dziennie:
  - 10 000
  - 11500
  - 2800 określonych uszkodzeń 8-oxoGua, 8-oxodG plus 5-HMUra
  - 2800 określonych uszkodzeń 8-oxoGua, 8-oxodG plus 5-HMUra
- Szczury, na komórkę dziennie:
  - 74 000
  - 86 000
  - 100 000
- Myszy, na komórkę na dzień:
  - 34 000 określonych uszkodzeń 8-oxoGua, 8-oxodG plus 5-HMUra
  - 47 000 specyficznych uszkodzeń oxo8dG w wątrobie myszy
  - 28 000 określonych uszkodzeń 8-oxoGua, 8-oxodG, 5-HMUra
Depuracje
- Komórki ssaków, na komórkę na dzień:
  - 2000 do 10 000
  - 9000
  - 12 000
  - 13920
Depirymidynacje
- Komórki ssaków, na komórkę na dzień:
  - 600
  - 696
Jednoniciowe pękanie
- komórek ssaków, na komórkę dziennie:
  - 55 200
Pęknięcia dwuniciowe
- Ludzkie komórki na cykl komórkowy
  - 10
  - 50
O6-metyloguaniny
- Komórki ssaków, na komórkę dziennie:
  - 3120
Dezaminacja cytozyny
- Komórki ssaków, na komórkę na dzień:
  - 192

Innym ważnym endogennym uszkodzeniem DNA jest M1dG , skrót od (3-(2'-deoksy-beta-D-erytro-pentofuranozylo)-pirymido[1,2-a]-puryn-10(3H)-on). Wydalanie M1dG z moczem (prawdopodobnie odzwierciedlające częstość występowania) może być nawet 1000-krotnie mniejsze niż 8-oxodG. Jednak ważniejszą miarą może być poziom w DNA w stanie ustalonym, odzwierciedlający zarówno częstość występowania, jak i szybkość naprawy DNA. Poziom M1dG w stanie stacjonarnym jest wyższy niż poziom 8-oxodG. Wskazuje to, że niektóre uszkodzenia DNA powstające z małą szybkością mogą być trudne do naprawy i pozostają w DNA na wysokim poziomie stanu stacjonarnego. Zarówno M1dG, jak i 8-oxodG są mutagenne .

Poziomy stanu ustalonego

Poziomy uszkodzeń DNA w stanie ustalonym reprezentują równowagę między tworzeniem a naprawą. Scharakteryzowano ponad 100 typów oksydacyjnych uszkodzeń DNA, a 8-oxodG stanowi około 5% uszkodzeń oksydacyjnych w stanie ustalonym w DNA. Helbock i in. oszacowali, że na komórkę młodych szczurów przypadało 24 000 adduktów utleniającego DNA w stanie stacjonarnym, a u starych szczurów 66 000 adduktów na komórkę. Odzwierciedla to akumulację uszkodzeń DNA wraz z wiekiem. Akumulacja uszkodzeń DNA wraz z wiekiem jest dalej opisana w teorii starzenia się uszkodzeń DNA .

Swenberg i in. zmierzyli średnie ilości wybranych endogennych uszkodzeń DNA w stanie ustalonym w komórkach ssaków. Siedem najczęstszych uszkodzeń, które ocenili, przedstawiono w tabeli 1.

Tabela 1. Stacjonarne ilości endogennych uszkodzeń DNA
Zmiany endogenne	Liczba na komórkę
Witryny abasowe	30 000
N7-(2-hydroksyetylo)guanina (7HEG)	3000
8-hydroksyguanina	2400
7-(2-oksoetylo)guanina	1500
Addukty formaldehydu	960
Akroleina-deoksyguanina	120
Malonodialdehyd-deoksyguanina	60

Oceniając uszkodzenia w stanie ustalonym w określonych tkankach szczura, Nakamura i Swenberg wykazali, że liczba miejsc pozbawionych zasad wahała się od około 50 000 na komórkę w wątrobie, nerkach i płucach do około 200 000 na komórkę w mózgu.

Szlaki biomolekularne

Białka promujące endogenne uszkodzenia DNA zostały zidentyfikowane w artykule z 2019 roku jako białka powodujące „uszkodzenie” DNA (DDP). Mechanizmy DDP dzielą się na 3 klastry:

wzrost tlenu reaktywnego przez transportery transbłonowe,
utrata chromosomu przez wiązanie replisomu,
zatrzymanie replikacji przez czynniki transkrypcyjne.

Ludzkie homologi DDP są nadreprezentowane w znanych czynnikach powodujących raka, a ich RNA w nowotworach przewiduje silną mutagenezę i złe rokowanie.

Naprawa uszkodzonego DNA

W przypadku uszkodzenia DNA komórka może albo naprawić uszkodzenie, albo wywołać śmierć komórki, jeśli uszkodzenie jest nie do naprawienia.

typy

W tej tabeli przedstawiono siedem głównych typów naprawy DNA i jedną ścieżkę tolerancji uszkodzeń, uszkodzenia, do których się odnoszą, oraz dokładność naprawy (lub tolerancję). Aby zapoznać się z krótkim opisem etapów naprawy, zobacz mechanizmy naprawy DNA lub zobacz poszczególne ścieżki.

Główne szlaki naprawy DNA i jeden mechanizm tolerancji
Ścieżka naprawy	Uszkodzenia	Dokładność
Naprawa z wycięciem podstawy	naprawia uszkodzenia DNA spowodowane utlenianiem, deaminacją i alkilacją, a także pęknięcia pojedynczej nici	dokładny
Naprawa przez wycinanie nukleotydów	endogenne zmiany oksydacyjne, takie jak cyklopuryna, dimery tyminy wywołane światłem słonecznym (dimery cyklobutanu i fotoprodukty pirymidyny (6-4) pirymidonu)	dokładny
Naprawa ukierunkowana na homologię	pęknięcia dwuniciowe w środkowej fazie S lub środkowej fazie G2 cyklu komórkowego	dokładny
Niehomologiczne łączenie końców	pęknięcia dwuniciowe, jeśli komórki są w fazie G0 , fazie G1 lub fazie G2 cyklu komórkowego	trochę nieprecyzyjne
Łączenie końców za pośrednictwem mikrohomologii lub łączenie alt-End	pęknięcia dwuniciowe w fazie S cyklu komórkowego	zawsze niedokładne
Naprawa niezgodności DNA	niedopasowania podstawień zasad i niedopasowania insercja-delecja generowane podczas replikacji DNA	dokładny
Bezpośrednie odwrócenie ( MGMT i AlkB )	6-O-metyloguanina jest odwracana do guaniny przez MGMT , niektóre inne metylowane zasady są demetylowane przez AlkB	dokładny
Synteza translecyjna	Proces tolerancji uszkodzeń DNA, który umożliwia mechanizmowi replikacji DNA replikację wcześniejszych uszkodzeń DNA	mogą być niedokładne

Starzenie się i rak

Uszkodzenia DNA w niereplikujących się komórkach, jeśli nie zostaną naprawione i nagromadzone, mogą prowadzić do starzenia. Uszkodzenia DNA w replikujących się komórkach, jeśli nie zostaną naprawione, mogą prowadzić albo do apoptozy, albo do raka.

Schematyczny diagram wskazuje rolę niewystarczającej naprawy DNA w procesie starzenia i raka oraz rolę apoptozy w profilaktyce raka. Nadmiar naturalnie występujących uszkodzeń DNA, z powodu dziedzicznych niedoborów, w szczególności enzymów naprawczych DNA, może powodować przedwczesne starzenie się lub zwiększone ryzyko raka (patrz zaburzenie z niedoborem naprawy DNA ). Z drugiej strony zdolność do wyzwalania apoptozy w obecności nadmiaru nienaprawionych uszkodzeń DNA ma kluczowe znaczenie dla zapobiegania rakowi.

Apoptoza i profilaktyka raka

naprawy DNA są często aktywowane lub indukowane, gdy DNA uległo uszkodzeniu. Jednak nadmierne uszkodzenie DNA może zainicjować apoptozę (tj. zaprogramowaną śmierć komórki), jeśli poziom uszkodzenia DNA przekracza możliwości naprawy. Apoptoza może zapobiegać mutagenezie i progresji raka w komórkach z nadmiernym uszkodzeniem DNA.

Zapalenie jest często spowodowane infekcją, taką jak wirus zapalenia wątroby typu B (HBV), wirus zapalenia wątroby typu C (HCV) lub Helicobacter pylori . Przewlekły stan zapalny jest również główną cechą otyłości. Takie zapalenie powoduje oksydacyjne uszkodzenie DNA. Wynika to z indukcji reaktywnych form tlenu (ROS) przez różne wewnątrzkomórkowe mediatory zapalne. W szczególności infekcje HBV i HCV powodują odpowiednio 10 000-krotny i 100 000-krotny wzrost wewnątrzkomórkowej produkcji ROS. Wywołane zapaleniem ROS, które powodują uszkodzenie DNA, mogą wywołać apoptozę, ale mogą również powodować raka, jeśli procesy naprawcze i apoptotyczne nie są wystarczająco ochronne.

Kwasy żółciowe , przechowywane w pęcherzyku żółciowym, są uwalniane do jelita cienkiego w odpowiedzi na tłuszcz w diecie. Wyższy poziom tłuszczu powoduje większe uwalnianie. Kwasy żółciowe powodują uszkodzenia DNA, w tym oksydacyjne uszkodzenia DNA, pęknięcia dwuniciowego DNA, aneuploidię i pęknięcia chromosomów. Wysokie normalne poziomy kwasu dezoksycholowego kwasu żółciowego powodują apoptozę w ludzkich komórkach okrężnicy, ale mogą również prowadzić do raka okrężnicy, jeśli naprawa i obrona apoptotyczna są niewystarczające.

Apoptoza służy jako mechanizm zabezpieczający przed powstawaniem nowotworów. Zapobiega zwiększonej mutagenezie, którą mogłoby spowodować nadmierne uszkodzenie DNA podczas replikacji.

Co najmniej 17 białek naprawy DNA, rozmieszczonych na pięciu szlakach naprawy DNA, pełni „podwójną rolę” w odpowiedzi na uszkodzenie DNA. Przy umiarkowanym poziomie uszkodzeń DNA białka te inicjują lub przyczyniają się do naprawy DNA. Jednakże, gdy obecne są nadmierne poziomy uszkodzeń DNA, wywołują one apoptozę.

Reakcja na uszkodzenie DNA

Pakowanie eukariotycznego DNA w chromatynę stanowi barierę dla wszystkich procesów opartych na DNA, które wymagają działania enzymów. W przypadku większości procesów naprawy DNA chromatyna musi zostać przebudowana . U eukariontów zależne od ATP kompleksy przebudowy chromatyny i enzymy modyfikujące histony to dwa czynniki, które działają w celu przeprowadzenia tego procesu przebudowy po wystąpieniu uszkodzenia DNA. Zwykle następują dalsze etapy naprawy DNA, obejmujące wiele enzymów. Poniżej opisano niektóre z pierwszych reakcji na uszkodzenie DNA wraz z ich czasem trwania. Bardziej kompletne opisy szlaków naprawy DNA przedstawiono w artykułach opisujących każdy szlak. Co najmniej 169 enzymów bierze udział w szlakach naprawy DNA.

Naprawa z wycięciem podstawy

Utlenione zasady w DNA są wytwarzane w komórkach traktowanych barwnikiem Hoechst, a następnie mikronapromienianiem światłem o długości fali 405 nm. Takie utlenione zasady można naprawić przez naprawę przez wycięcie zasady .

Kiedy światło o długości fali 405 nm jest skupione wzdłuż wąskiej linii w jądrze komórki, około 2,5 sekundy po napromieniowaniu, enzym przebudowy chromatyny Alc1 osiąga połowę maksymalnej rekrutacji na napromieniowaną mikrolinię. Linia chromatyny, która została napromieniowana, następnie rozluźnia się, rozszerzając się z boku na bok w ciągu następnych 60 sekund.

W ciągu 6 sekund od napromieniowania światłem o długości fali 405 nm dochodzi do połowy maksymalnej rekrutacji OGG1 do napromieniowanej linii. OGG1 jest enzymem, który usuwa uszkodzenia oksydacyjne DNA 8-okso-dG z DNA. Usunięcie 8-okso-dG podczas naprawy przez wycięcie zasady następuje z okresem półtrwania wynoszącym 11 minut.

Naprawa przez wycinanie nukleotydów

ultrafioletowe (UV) indukuje powstawanie uszkodzeń DNA, w tym dimerów pirymidynowych (takich jak dimery tyminy) i fotoproduktów 6,4. Tego typu „masywne” uszkodzenia są naprawiane przez naprawę przez wycinanie nukleotydów .

Po napromieniowaniu światłem UV, DDB2 , w kompleksie z DDB1 , białkiem ligazy ubikwitynowej CUL4A i białkiem ROC1 palca RING, wiąże się z miejscami uszkodzenia w obrębie chromatyny. Asocjacja połowy maksimum następuje w ciągu 40 sekund. PARP1 również zrzesza się w tym okresie. Białko PARP1 przyłącza się zarówno do DDB1, jak i DDB2, a następnie PARyluje (tworzy łańcuch rybozy poli-ADP) na DDB2, który przyciąga białko remodelujące DNA ALC1 . ALC1 rozluźnia chromatynę w miejscach uszkodzenia DNA przez promieniowanie UV. Ponadto kompleks ligazy ubikwityny E3 DDB1-CUL4A przeprowadza ubikwitynację histonów rdzeniowych H2A , H3 i H4, a także białka naprawczego XPC, które zostało przyciągnięte do miejsca uszkodzenia DNA. XPC, po ubikwitynacji, jest aktywowany i inicjuje naprawy przez wycięcie nukleotydów . Nieco później, 30 minut po uszkodzeniu UV, INO80 jest rekrutowany do miejsca uszkodzenia DNA, co zbiega się z wiązaniem dalszych białek naprawy wycinania nukleotydów, w tym ERCC1 .

Homologiczna naprawa rekombinacyjna

Pęknięcia dwuniciowe (DSB) w określonych miejscach można wywołać przez transfekcję komórek plazmidem kodującym endonukleazę I-SceI ( endonukleaza zasiedlająca ). Wiele DSB można wywołać przez naświetlanie uczulonych komórek (znakowanych 5'-bromo-2'-dezoksyurydyną i barwnikiem Hoechsta) światłem o długości fali 780 nm. Te DSB można naprawić za pomocą dokładnej naprawy rekombinacyjnej homologicznej lub mniej dokładnej ścieżki naprawy łączenia niehomologicznych końców . Tutaj opisujemy wczesne etapy homologicznej naprawy rekombinacyjnej (HRR).

Po potraktowaniu komórek w celu wprowadzenia DSB, aktywowana stresem kinaza białkowa, c-Jun N-końcowa kinaza (JNK) , fosforyluje SIRT6 na serynie 10. Ta posttranslacyjna modyfikacja ułatwia mobilizację SIRT6 do miejsc uszkodzenia DNA przy połowie maksymalnej rekrutacji w mniej niż sekundę. SIRT6 w tym miejscu jest wymagany do skutecznej rekrutacji polimerazy poli(ADP-rybozy) 1 (PARP1) do miejsca pęknięcia DNA i do skutecznej naprawy DSB. PARP1 zaczyna pojawiać się w DSB w mniej niż sekundę, z połową maksymalnej akumulacji w ciągu 1,6 sekundy po wystąpieniu uszkodzenia. Pozwala to następnie na połowę maksymalnej rekrutacji enzymów naprawy DNA MRE11 w ciągu 13 sekund i NBS1 w ciągu 28 sekund. MRE11 i NBS1 przeprowadzają wczesne etapy szlaku HRR.

γH2AX, fosforylowana forma H2AX jest również zaangażowana we wczesne etapy naprawy DSB. Wariant histonu H2AX stanowi około 10% histonów H2A w ludzkiej chromatynie. γH2AX (H2AX ufosforylowany na serynie 139) można wykryć już po 20 sekundach od napromieniowania komórek (z utworzeniem pęknięć podwójnej nici DNA), a połowa maksymalnej akumulacji γH2AX następuje w ciągu jednej minuty. Zasięg chromatyny z ufosforylowanym γH2AX wynosi około dwóch milionów par zasad w miejscu pęknięcia podwójnej nici DNA. γH2AX sam w sobie nie powoduje dekondensacji chromatyny, ale w ciągu 30 sekund od napromieniowania RNF8 można wykryć w połączeniu z γH2AX. RNF8 pośredniczy w rozległej dekondensacji chromatyny, poprzez jej późniejszą interakcję z CHD4 , składnikiem kompleksu przebudowy nukleosomów i deacetylazy NuRD .

Pauza na naprawę DNA

Po szybkiej przebudowie chromatyny punkty kontrolne cyklu komórkowego mogą zostać aktywowane, aby umożliwić zakończenie naprawy DNA przed postępem cyklu komórkowego . Najpierw dwie kinazy , ATM i ATR , są aktywowane w ciągu 5 lub 6 minut po uszkodzeniu DNA. Po tym następuje fosforylacja białka punktu kontrolnego cyklu komórkowego Chk1 , inicjującego jego funkcję, około 10 minut po uszkodzeniu DNA.

Rola uszkodzeń oksydacyjnych guaniny w regulacji genów

Uszkodzenie DNA 8-okso-dG nie występuje w genomie przypadkowo. W fibroblastach embrionalnych myszy stwierdzono 2 do 5-krotne wzbogacenie 8-okso-dG w regionach kontroli genetycznej, w tym promotorach , regionach 5'-nieulegających translacji i regionach 3'-nieulegających translacji w porównaniu z poziomami 8-okso-dG występującymi w genach ciał i regionów międzygenowych . W komórkach śródbłonka tętnicy płucnej szczura, gdy zbadano 22 414 genów kodujących białka pod kątem lokalizacji 8-okso-dG, większość 8-okso-dG (jeśli są obecne) znaleziono raczej w regionach promotora niż w ciałach genów. Wśród setek genów, na których poziomy ekspresji wpłynęło niedotlenienie, te z nowo nabytym promotorem 8-okso-dG były regulowane w górę , a te geny, których promotory utraciły 8-okso-dG, prawie wszystkie były regulowane w dół .

Jak omówili Wang i wsp., wydaje się, że utleniona guanina pełni wiele ról regulacyjnych w ekspresji genów. W szczególności, gdy stres oksydacyjny wytwarza 8-okso-dG w promotorze genu, stres oksydacyjny może również inaktywować OGG1 , enzym, który celuje w 8-okso-dG i normalnie inicjuje naprawę uszkodzeń 8-okso-dG. Nieaktywny OGG1, który nie wycina już 8-okso-dG, mimo to atakuje i tworzy kompleksy z 8-okso-dG i powoduje ostre (~70 ^° ) wygięcie w DNA. Pozwala to na złożenie kompleksu inicjacji transkrypcji, regulującego w górę transkrypcję powiązanego genu.

Kiedy 8-okso-dG powstaje w bogatej w guaninę, potencjalnej sekwencji tworzącej kwadrupleks G (PQS) w nici kodującej promotora, aktywny OGG1 wycina 8-okso-dG i generuje miejsce apurynowe/apirymidynowe (miejsce AP ). Miejsce AP umożliwia stopienie dupleksu w celu zdemaskowania PQS, przyjmując kwadrupleksu G (struktura / motyw G4), który pełni rolę regulacyjną w aktywacji transkrypcji.

Kiedy 8-okso-dG jest skompleksowane z aktywnym OGG1, może następnie rekrutować remodelery chromatyny do modulowania ekspresji genów. Białko wiążące helikazę chromodomeny 4 (CHD4) , składnik kompleksu (NuRD) , jest rekrutowane przez OGG1 do miejsc uszkodzenia oksydacyjnego DNA. CHD4 następnie przyciąga enzymy metylujące DNA i histony, które hamują transkrypcję powiązanych genów.

Rola uszkodzeń DNA w tworzeniu pamięci

Utlenianie guaniny

Utlenianie guaniny, szczególnie w miejscach CpG , może być szczególnie ważne w uczeniu się i zapamiętywaniu. Metylacja cytozyn zachodzi w 60–90% miejsc CpG w zależności od rodzaju tkanki. W mózgu ssaków ~ 62% CpG jest metylowanych. Metylacja miejsc CpG ma tendencję do stabilnego wyciszania genów. Ponad 500 z tych miejsc CpG jest demetylowanych w DNA neuronów podczas tworzenia pamięci i konsolidacji pamięci w hipokampie i obszarach kory zakrętu obręczy mózgu. Jak wskazano poniżej, pierwszym etapem demetylacji metylowanej cytozyny w miejscu CpG jest utlenienie guaniny z wytworzeniem 8-okso-dG.

Rola utlenionej guaniny w demetylacji DNA

Inicjacja demetylacji DNA w miejscu CpG . W dorosłych komórkach somatycznych metylacja DNA zwykle zachodzi w kontekście dinukleotydów CpG ( miejsca CpG ), tworząc 5-metylocytozynę -pG lub 5mCpG. Reaktywne formy tlenu (ROS) mogą atakować guaninę w miejscu dinukleotydu, tworząc 8-hydroksy-2'-deoksyguanozynę (8-OHdG), co skutkuje powstaniem miejsca dinukleotydu 5mCp-8-OHdG. Enzym naprawczy wycinania zasady OGG1 celuje w 8-OHdG i wiąże się ze zmianą bez natychmiastowego wycinania. OGG1, obecny w miejscu 5mCp-8-OHdG, rekrutuje TET1 , a TET1 utlenia 5mC sąsiadujące z 8-OHdG. To inicjuje demetylację 5mC.

Rysunek w tej sekcji przedstawia miejsce CpG, w którym cytozyna jest metylowana, tworząc 5-metylocytozynę (5mC), a guanina jest utleniana, tworząc 8-okso-2'-deoksyguanozynę (na rysunku jest to pokazane w postaci tautomerycznej 8- OHdG). Kiedy ta struktura jest utworzona, enzym naprawczy wycinania zasady OGG1 celuje w 8-OHdG i wiąże się ze zmianą bez natychmiastowego wycinania. OGG1, obecny w miejscu 5mCp-8-OHdG, rekrutuje TET1 , a TET1 utlenia 5mC sąsiadujące z 8-OHdG. To inicjuje demetylację 5mC. TET1 jest kluczowym enzymem zaangażowanym w demetylację 5mCpG. Jednak TET1 jest w stanie działać na 5mCpG tylko wtedy, gdy guanina została najpierw utleniona, tworząc 8-hydroksy-2'-deoksyguanozynę (8-OHdG lub jej tautomer 8-okso-dG), w wyniku czego powstał dinukleotyd 5mCp-8-OHdG ( patrz rysunek w tej sekcji). To inicjuje szlak demetylacji metylowanej cytozyny, ostatecznie prowadząc do niemetylowanej cytozyny (patrz utlenianie DNA , aby poznać dalsze etapy tworzenia niemetylowanej cytozyny).

Zmieniona ekspresja białek w neuronach, spowodowana zmianami w metylacji DNA (prawdopodobnie kontrolowana przez zależną od 8-okso-dG demetylację miejsc CpG w promotorach genów w DNA neuronu) została uznana za kluczową dla tworzenia pamięci.

Rola pęknięć dwuniciowych w tworzeniu pamięci

Generowanie DSB związanych z aktywnością neuronów

Pęknięcia dwuniciowe (DSB) w regionach DNA związanych z aktywnością neuronów są wytwarzane przez różne mechanizmy w genomie i wokół niego. Enzym topoizomeraza II lub TOPIIβ odgrywa kluczową rolę w tworzeniu DSB, pomagając w demetylacji lub rozluźnianiu histonów owiniętych wokół podwójnej helisy w celu promowania transkrypcji . Po otwarciu struktury chromatyny istnieje większe prawdopodobieństwo gromadzenia się DSB, jednak jest to zwykle naprawiane przez TOPIIβ poprzez jego wewnętrzną zdolność ponownego łączenia, która łączy rozszczepione końce DNA.

Niepowodzenie TOPIIβ w religazie może mieć drastyczne konsekwencje dla syntezy białek, gdzie szacuje się, że „blokowanie aktywności TOPIIβ zmienia ekspresję prawie jednej trzeciej wszystkich genów regulowanych rozwojowo”, takich jak neuronalne natychmiastowe wczesne geny (IEG) zaangażowane w konsolidację pamięci . Zaobserwowano szybką ekspresję egr-1 , c-Fos i Arc IEG w odpowiedzi na zwiększoną aktywność neuronów w obszarze hipokampu mózgu, w którym zachodzi przetwarzanie pamięci. Jako środek zapobiegawczy przeciwko niepowodzeniu TOPIIβ, cząsteczki naprawy DSB są rekrutowane przez dwa różne szlaki: czynniki szlaku niehomologicznego łączenia końców (NHEJ), które pełnią podobną funkcję religacji jak TOPIIβ, oraz szlak rekombinacji homologicznej (HR) , który wykorzystuje nieuszkodzoną nić siostrzaną jako szablon do naprawy uszkodzonej nici DNA.

Stymulacja aktywności neuronalnej, jak wspomniano wcześniej w przypadku ekspresji IEG, jest kolejnym mechanizmem generowania DSB. Zmiany poziomu aktywności zostały wykorzystane w badaniach jako biomarker do śledzenia nakładania się DSB i zwiększonej metylacji histonów H3K4 w regionach promotorowych IEG. Inne badania wykazały, że elementy transpozycyjne (TE) mogą powodować DSB poprzez endogenną aktywność, która obejmuje użycie enzymów endonukleazy do wstawiania i rozszczepiania docelowego DNA w losowych miejscach.

DSB i rekonsolidacja pamięci

Podczas gdy nagromadzenie DSB ogólnie hamuje konsolidację pamięci długoterminowej , proces rekonsolidacji jest natomiast zależny od DSB. Rekonsolidacja pamięci polega na modyfikacji istniejących wspomnień przechowywanych w pamięci długotrwałej. Badania z udziałem NPAS4 , genu regulującego neuroplastyczność w hipokampie podczas kontekstowego uczenia się i tworzenia pamięci, ujawniły związek między delecjami w regionie kodującym a upośledzeniem przywoływania wspomnień strachu u transgenicznych szczurów. Co więcej, enzym H3K4me3, który katalizuje demetylację histonu H3K4, był regulowany w górę w regionie promotora genu NPAS4 podczas procesu rekonsolidacji, podczas gdy knockdown (nockdown genu) tego samego enzymu utrudniał rekonsolidację. Podobny efekt zaobserwowano w badaniu TOPIIβ, gdzie powalenie również osłabiło pamięci strachu u szczurów, co wskazuje, że DSB wraz z regulującymi je enzymami wpływają na tworzenie pamięci na wielu etapach.

DSB i neurodegeneracja

Nagromadzenie DSB szerzej prowadzi do degeneracji neuronów, utrudniając funkcję pamięci i procesów uczenia się. Ze względu na brak podziałów komórkowych i wysoką aktywność metaboliczną neurony są szczególnie podatne na uszkodzenia DNA. Ponadto brak równowagi między DSB i cząsteczkami naprawy DNA dla genów aktywności neuronalnej został powiązany z rozwojem różnych ludzkich chorób neurodegeneracyjnych, w tym choroby Alzheimera (AD), choroby Parkinsona (PD) i stwardnienia zanikowego bocznego (ALS). U pacjentów z chorobą Alzheimera DSB gromadzą się w neuronach we wczesnych stadiach i są siłą napędową utraty pamięci, kluczowej cechy choroby. Innymi czynnikami zewnętrznymi, które skutkują zwiększonym poziomem DSB zależnych od aktywności u osób z AD, są uszkodzenia oksydacyjne neuronów, które mogą skutkować większą liczbą DSB, gdy wiele zmian chorobowych występuje blisko siebie. Czynniki środowiskowe, takie jak wirusy i dieta wysokotłuszczowa, również zostały powiązane z zaburzoną funkcją cząsteczek naprawy DNA.

Jedna celowana terapia leczenia pacjentów z AD obejmowała supresję genu BRCA1 w ludzkich mózgach, początkowo testowaną na myszach transgenicznych, u których zaobserwowano wzrost poziomu DSB i utratę pamięci, co sugeruje, że BRCA1 może „służyć jako cel terapeutyczny dla AD i demencja związana z AD”. Podobnie białko ATM zaangażowane w naprawę DNA i epigenetyczne modyfikacje genomu jest dodatnio skorelowane z utratą neuronów w mózgach AD, co wskazuje, że białko to jest kolejnym kluczowym składnikiem wewnętrznie powiązanych procesów neurodegeneracji, produkcji DSB i tworzenia pamięci.

Rola ATR i ATM

Większość uszkodzeń można naprawić bez uruchamiania systemu odpowiedzi na uszkodzenia, jednak bardziej złożone uszkodzenia aktywują ATR i ATM, kluczowe kinazy białkowe w systemie odpowiedzi na uszkodzenia. Uszkodzenie DNA hamuje M-CDK, które są kluczowym elementem przejścia do mitozy .

We wszystkich komórkach eukariotycznych ATR i ATM są kinazami białkowymi, które wykrywają uszkodzenia DNA. Wiążą się z uszkodzonymi miejscami DNA i aktywują Chk1 , Chk2 oraz, w komórkach zwierzęcych, p53 . Razem te białka tworzą system odpowiedzi na uszkodzenia DNA. Niektóre uszkodzenia DNA nie wymagają rekrutacji ATR i ATM, tylko trudne i rozległe uszkodzenia wymagają ATR i ATM. ATM i ATR są wymagane do naprawy NHEJ, HR, ICL i NER, a także stabilności widełek replikacyjnych podczas niezakłóconej replikacji DNA iw odpowiedzi na bloki replikacyjne.

ATR jest rekrutowany w przypadku różnych form uszkodzeń, takich jak uszkodzenie nukleotydów, zablokowane widełki replikacyjne i pęknięcia podwójnej nici. ATM jest specjalnie przeznaczony do reagowania na uszkodzenia w przypadku zerwania podwójnej nici. Kompleks MRN (składający się z Mre11, Rad50 i Nbs1) tworzy się natychmiast w miejscu pęknięcia podwójnej nici. Ten kompleks MRN rekrutuje bankomat na miejsce uszkodzenia. ATR i ATM fosforylują różne białka, które przyczyniają się do systemu naprawy uszkodzeń. Wiązanie ATR i ATM z miejscami uszkodzeń w DNA prowadzi do rekrutacji Chk1 i Chk2. Te kinazy białkowe wysyłają sygnały uszkodzenia do systemu kontroli cyklu komórkowego, aby opóźnić postęp cyklu komórkowego.

Funkcje Chk1 i Chk2

Chk1 prowadzi do produkcji enzymów naprawy DNA. Chk2 prowadzi do odwracalnego zatrzymania cyklu komórkowego. Chk2, podobnie jak ATR/ATM, może aktywować p53, co prowadzi do trwałego zatrzymania cyklu komórkowego lub apoptozy.

rola p53 w systemie naprawy uszkodzeń DNA

Gdy uszkodzenia są zbyt duże, uruchamiana jest apoptoza w celu ochrony organizmu przed potencjalnie szkodliwymi komórkami7. p53, znany również jako gen supresorowy guza, jest głównym białkiem regulatorowym w systemie odpowiedzi na uszkodzenia DNA, które wiąże się bezpośrednio z promotorami jego docelowych genów. p53 działa głównie w punkcie kontrolnym G1 (kontrolując przejście z G1 do S), gdzie blokuje progresję cyklu komórkowego. Aktywacja p53 może wywołać śmierć komórki lub trwałe zatrzymanie cyklu komórkowego. p53 może również aktywować pewne szlaki naprawcze, takie jak NER.

Rozporządzenie p53

W przypadku braku uszkodzenia DNA, p53 jest regulowany przez Mdm2 i ulega ciągłej degradacji. Kiedy dochodzi do uszkodzenia DNA, Mdm2 ulega fosforylacji, najprawdopodobniej spowodowanej przez ATM. Fosforylacja Mdm2 prowadzi do zmniejszenia aktywności Mdm2, zapobiegając w ten sposób degradacji p53. Normalna, nieuszkodzona komórka ma zwykle niski poziom p53, podczas gdy komórki poddane stresowi i uszkodzeniom DNA będą miały wysoki poziom p53.

p53 służy jako czynnik transkrypcyjny dla bax i p21

p53 służy jako czynniki transkrypcyjne zarówno dla bax , białka proapoptotycznego, jak i p21 , inhibitora CDK. Inhibitory CDK powodują zatrzymanie cyklu komórkowego. Aresztowanie komórki zapewnia komórce czas na naprawę uszkodzeń, a jeśli uszkodzenie jest nieodwracalne, p53 rekrutuje bax, aby wywołać apoptozę.

Rola DDR i p53 w raku

p53 jest głównym kluczowym graczem we wzroście komórek nowotworowych. Uszkodzone komórki DNA ze zmutowanym p53 są bardziej narażone na rozwój nowotworu. Powszechne metody chemioterapii są genotoksyczne. Te terapie są nieskuteczne w guzach nowotworowych, które mają zmutowany p53, ponieważ nie mają funkcjonującego p53 do zatrzymania lub zabicia uszkodzonej komórki.

Główny problem na całe życie

Jedną z przesłanek wskazujących na to, że uszkodzenia DNA są głównym problemem dla życia, jest fakt, że procesy naprawy DNA, mające na celu radzenie sobie z uszkodzeniami DNA, zostały znalezione we wszystkich organizmach komórkowych, w których badano naprawę DNA. Na przykład w bakteriach u wielu gatunków bakterii znaleziono sieć regulacyjną mającą na celu naprawę uszkodzeń DNA (zwaną odpowiedzią SOS u Escherichia coli ). E. coli RecA, kluczowy enzym w szlaku odpowiedzi SOS, jest definiującym członkiem wszechobecnej klasy białek wymiany nici DNA, które są niezbędne do rekombinacji homologicznej, szlaku, który utrzymuje integralność genomu poprzez naprawę uszkodzonego DNA. Geny homologiczne do RecA i innych genów centralnych w szlaku odpowiedzi SOS znajdują się w prawie wszystkich genomach bakteryjnych zsekwencjonowanych do tej pory, obejmując dużą liczbę gromad, co sugeruje zarówno starożytne pochodzenie, jak i powszechne występowanie rekombinacyjnej naprawy uszkodzeń DNA. Rekombinazy eukariotyczne , które są homologami RecA, są również szeroko rozpowszechnione w organizmach eukariotycznych. Na przykład u drożdży rozszczepialnych i ludzi homologi RecA promują wymianę nici DNA typu duplex-duplex, potrzebną do naprawy wielu typów uszkodzeń DNA.

Inną wskazówką, że uszkodzenia DNA są poważnym problemem dla życia, jest to, że komórki dokonują dużych inwestycji w procesy naprawy DNA. Jak zauważył Hoeijmakers, naprawa tylko jednego pęknięcia dwuniciowego może wymagać ponad 10 000 ATP , które są wykorzystywane do sygnalizowania obecności uszkodzenia, generowania ognisk naprawy i tworzenia (u ludzi) nukleofilamentu RAD51 (ang. pośredni w homologicznej naprawie rekombinacyjnej). (RAD51 jest homologiem bakteryjnego RecA.) Jeśli modyfikacja strukturalna zachodzi podczas fazy G1 replikacji DNA, punkt kontrolny G1-S zatrzymuje lub opóźnia dalszy przebieg cyklu komórkowego, zanim produkt wejdzie w fazę S.

Konsekwencje

Zróżnicowane komórki somatyczne dorosłych ssaków generalnie replikują się rzadko lub wcale. Takie komórki, w tym na przykład neurony mózgowe i miocyty mięśniowe, mają niewielki obrót komórkowy lub nie mają go wcale. Komórki niereplikujące się na ogół nie generują mutacji z powodu błędów replikacji spowodowanych uszkodzeniem DNA. Te niereplikujące się komórki zwykle nie powodują raka, ale z czasem gromadzą uszkodzenia DNA, które prawdopodobnie przyczyniają się do starzenia ( patrz teoria starzenia się uszkodzeń DNA ). W komórce niereplikującej pęknięcie pojedynczej nici lub inny rodzaj uszkodzenia w transkrybowanej nici DNA może zablokować transkrypcję katalizowaną przez polimerazę RNA II. Zakłóciłoby to syntezę białka kodowanego przez gen, w którym wystąpiła blokada.

Brasnjevic i in. podsumowali dowody wskazujące, że pęknięcia pojedynczej nici kumulują się wraz z wiekiem w mózgu (chociaż akumulacja była różna w różnych obszarach mózgu) i że pęknięcia pojedynczej nici są najczęstszymi uszkodzeniami DNA w stanie ustalonym w mózgu. Jak omówiono powyżej, oczekuje się, że te nagromadzone pęknięcia pojedynczej nici będą blokować transkrypcję genów. Zgodnie z tym, zgodnie z przeglądem Hetmana i wsp., zidentyfikowano 182 geny i wykazano, że mają zmniejszoną transkrypcję w mózgach osób w wieku powyżej 72 lat, w porównaniu z transkrypcją w mózgach osób w wieku poniżej 43 lat. Kiedy oceniano 40 określonych białek w mięśniach szczurów, większość białek wykazywała znaczny spadek w wieku od 18 miesięcy (dojrzały szczur) do 30 miesięcy (stary szczur).

Wykazano, że inny rodzaj uszkodzenia DNA, pęknięcie podwójnej nici, powoduje śmierć komórki (utratę komórek) poprzez apoptozę . Ten rodzaj uszkodzeń DNA nie kumulowałby się z wiekiem, ponieważ gdy komórka została utracona w wyniku apoptozy, jej dwuniciowe uszkodzenie zostałoby utracone wraz z nią. Tak więc uszkodzone segmenty DNA osłabiają maszynerię replikacji DNA, ponieważ te zmienione sekwencje DNA nie mogą być wykorzystane jako prawdziwe matryce do tworzenia kopii materiału genetycznego.

Geny RAD i odpowiedź cyklu komórkowego na uszkodzenie DNA w Saccharomyces cerevisiae

Kiedy DNA jest uszkodzone, komórka reaguje na różne sposoby, aby naprawić uszkodzenie i zminimalizować wpływ na komórkę. Jedną z takich reakcji, szczególnie w przypadku komórek eukariotycznych, jest opóźnienie podziału komórki — komórka zostaje zatrzymana na pewien czas w fazie G2, zanim przejdzie przez resztę cyklu komórkowego. Przeprowadzono różne badania, aby wyjaśnić cel tego zatrzymania G2, które jest wywołane uszkodzeniem DNA. Naukowcy odkryli, że komórki przedwcześnie wyparte z opóźnienia mają niższą żywotność i wyższy odsetek uszkodzonych chromosomów w porównaniu z komórkami, które są w stanie przejść pełne zatrzymanie G2, co sugeruje, że celem opóźnienia jest danie komórce czasu na naprawić uszkodzone chromosomy przed kontynuowaniem cyklu komórkowego. Zapewnia to prawidłowe funkcjonowanie mitozy.

Różne gatunki zwierząt wykazują podobne mechanizmy opóźnienia komórkowego w odpowiedzi na uszkodzenie DNA, które może być spowodowane ekspozycją na promieniowanie rentgenowskie. Pączkujące drożdże Saccharomyces cerevisiae zostały specjalnie zbadane, ponieważ postęp w cyklu komórkowym można z łatwością śledzić za pomocą morfologii jądra. Badając Saccharomyces cerevisiae, naukowcy byli w stanie dowiedzieć się więcej o genach wrażliwych na promieniowanie (RAD) oraz o wpływie, jaki mutacje RAD mogą mieć na typową odpowiedź opóźnioną wywołaną uszkodzeniem DNA komórkowego. W szczególności gen RAD9 odgrywa kluczową rolę w wykrywaniu uszkodzeń DNA i zatrzymywaniu komórki w G2 do czasu naprawy uszkodzeń.

Dzięki szeroko zakrojonym eksperymentom naukowcom udało się wyjaśnić rolę, jaką odgrywają geny RAD w opóźnianiu podziału komórek w odpowiedzi na uszkodzenie DNA. Kiedy rosnące komórki typu dzikiego są wystawione na różne poziomy promieniowania rentgenowskiego w danym przedziale czasowym, a następnie analizowane za pomocą testu mikrokolonii, można zaobserwować różnice w odpowiedzi cyklu komórkowego na podstawie tego, które geny są zmutowane w komórkach. Na przykład, podczas gdy komórki nienapromieniowane będą przechodzić normalnie przez cykl komórkowy, komórki wystawione na promieniowanie rentgenowskie albo trwale zatrzymują (stają się nieżywotne), albo opóźniają fazę G2 przed kontynuowaniem podziału w mitozie, co dodatkowo potwierdza pogląd, że opóźnienie G2 ma kluczowe znaczenie dla naprawy DNA. Jednak szczepy rad, które mają niedobór naprawy DNA, wykazują wyraźnie inną odpowiedź. Na przykład komórki rad52, które nie mogą naprawić pęknięć dwuniciowego DNA, mają tendencję do trwałego zatrzymywania się w G2, gdy są wystawione na nawet bardzo niskie poziomy promieniowania rentgenowskiego i rzadko przechodzą przez późniejsze etapy cyklu komórkowego. Dzieje się tak, ponieważ komórki nie mogą naprawić uszkodzeń DNA, a zatem nie wchodzą w mitozę. Różne inne mutanty rad wykazują podobne reakcje po wystawieniu na promieniowanie rentgenowskie.

Jednak szczep rad9 wykazuje zupełnie inny efekt. Komórki te nie opóźniają fazy G2 po wystawieniu na promieniowanie rentgenowskie i ostatecznie przechodzą przez cykl komórkowy bez zakłóceń, zanim umrą. Sugeruje to, że gen RAD9, w przeciwieństwie do innych genów RAD, odgrywa kluczową rolę w inicjowaniu zatrzymania G2. Aby dokładniej zbadać te odkrycia, przeanalizowano cykle komórkowe szczepów podwójnych mutantów. Zmutowany szczep rad52 rad9 - który jest zarówno wadliwy w naprawie DNA, jak i zatrzymaniu G2 - nie ulega zatrzymaniu cyklu komórkowego po wystawieniu na promieniowanie rentgenowskie. Sugeruje to, że nawet jeśli uszkodzenia DNA nie mogą zostać naprawione, jeśli RAD9 nie jest obecny, cykl komórkowy nie opóźni się. Zatem nienaprawione uszkodzenie DNA jest sygnałem, który mówi RAD9, aby zatrzymał podział i zatrzymał cykl komórkowy w G2. Ponadto istnieje odpowiedź zależna od dawki; wraz ze wzrostem poziomu promieniowania rentgenowskiego - i późniejszego uszkodzenia DNA - więcej komórek, niezależnie od posiadanych mutacji, zostaje zatrzymanych w G2.

Innym i być może bardziej pomocnym sposobem wizualizacji tego efektu jest spojrzenie na preparaty fotomikroskopowe. Początkowo slajdy komórek haploidalnych RAD + i rad9 w wykładniczej fazie wzrostu pokazują proste, pojedyncze komórki, które są nie do odróżnienia od siebie. Jednak preparaty wyglądają znacznie inaczej po wystawieniu na działanie promieniowania rentgenowskiego przez 10 godzin. Slajdy RAD + pokazują teraz komórki RAD + istniejące głównie jako mikrokolonie z dwoma pączkami, co sugeruje, że podział komórek został zatrzymany. W przeciwieństwie do tego, slajdy rad9 pokazują komórki rad9 istniejące głównie jako 3 do 8 pączkujących kolonii i wydają się mniejsze niż komórki RAD +. Jest to kolejny dowód na to, że zmutowane komórki RAD nadal się dzielą i mają niedobór zatrzymania G2.

Istnieją jednak dowody na to, że chociaż gen RAD9 jest niezbędny do wywołania zatrzymania G2 w odpowiedzi na uszkodzenie DNA, dając komórce czas na naprawę uszkodzeń, w rzeczywistości nie odgrywa on bezpośredniej roli w naprawie DNA. Kiedy komórki rad9 są sztucznie zatrzymane w G2 za pomocą MBC, trucizny mikrotubul, która zapobiega podziałom komórkowym, a następnie poddane działaniu promieniowania rentgenowskiego, komórki są w stanie naprawić swoje DNA i ostatecznie przejść przez cykl komórkowy, dzieląc się na zdolne do życia komórki. Tak więc gen RAD9 nie odgrywa żadnej roli w rzeczywistej naprawie uszkodzonego DNA — po prostu wykrywa uszkodzone DNA i reaguje, opóźniając podział komórki. W opóźnieniu zatem pośredniczy mechanizm kontrolny, a nie fizyczne uszkodzenie DNA.

Z drugiej strony możliwe, że istnieją mechanizmy zapasowe, które pełnią rolę RAD9, gdy go nie ma. W rzeczywistości niektóre badania wykazały, że RAD9 rzeczywiście odgrywa kluczową rolę w naprawie DNA. W jednym badaniu zmutowane i normalne komórki rad9 w wykładniczej fazie wzrostu zostały wystawione na działanie promieniowania UV i zsynchronizowane w określonych fazach cyklu komórkowego. Po inkubacji w celu umożliwienia naprawy DNA, oceniono stopień dimeryzacji pirymidyny (co wskazuje na uszkodzenie DNA) przy użyciu czułych technik wydłużania starterów. Stwierdzono, że usuwanie fotouszkodzeń DNA było znacznie mniej wydajne w komórkach z mutacją rad9 niż w normalnych komórkach, co stanowi dowód, że RAD9 bierze udział w naprawie DNA. Zatem rola RAD9 w naprawie uszkodzeń DNA pozostaje niejasna.

Niezależnie od tego, jasne jest, że RAD9 jest niezbędny do wykrywania uszkodzeń DNA i zatrzymania podziału komórek. Sugeruje się, że RAD9 ma aktywność egzonukleazy od 3 'do 5' i być może dlatego odgrywa rolę w wykrywaniu uszkodzeń DNA. Postawiono hipotezę, że gdy DNA jest uszkodzone, RAD9 tworzy kompleks z RAD1 i HUS1, a kompleks ten jest rekrutowany do miejsc uszkodzenia DNA. W ten sposób RAD9 jest w stanie wywierać swoje efekty.

Chociaż funkcję RAD9 badano przede wszystkim w pączkujących drożdżach Saccharomyces cerevisiae, wiele mechanizmów kontroli cyklu komórkowego jest podobnych u różnych gatunków. Możemy zatem stwierdzić, że RAD9 prawdopodobnie odgrywa kluczową rolę w odpowiedzi na uszkodzenia DNA również u ludzi.

Zobacz też