cytrynina
|
|
|
|
| Nazwy | |
|---|---|
|
Preferowana nazwa IUPAC
(3R , 4S ) -8-hydroksy-3,4,5-trimetylo-6-okso-4,6-dihydro-3H - 2-benzopirano-7-karboksylowy |
|
| Identyfikatory | |
|
Model 3D ( JSmol )
|
|
| CHEMBL | |
| ChemSpider | |
| Karta informacyjna ECHA | 100.007.508 |
| KEGG | |
|
Identyfikator klienta PubChem
|
|
| UNII | |
|
Pulpit nawigacyjny CompTox ( EPA )
|
|
|
|
|
|
| Nieruchomości | |
| C13H14O5 _ _ _ _ _ | |
| Masa cząsteczkowa | 250,25 |
| Wygląd | Cytrynowo-żółte kryształy |
| Temperatura topnienia | 175 ° C (347 ° F; 448 K) ( rozkłada się (suche warunki), gdy woda jest obecna w temperaturze 100 stopni Celsjusza) ) |
| Nierozpuszczalny | |
| Zagrożenia | |
| Oznakowanie GHS : | |
 
|
|
| H301 , H311 , H331 , H351 | |
| P261 , P280 , P301+P310 , P311 | |
| Karta charakterystyki (SDS) | MSDS |
|
O ile nie zaznaczono inaczej, dane podano dla materiałów w stanie normalnym (przy 25°C [77°F], 100 kPa).
|
|
Citrinina jest mykotoksyną , która często znajduje się w żywności. Jest to wtórny metabolit wytwarzany przez grzyby, który zanieczyszcza długo przechowywaną żywność i powoduje różne efekty toksyczne, takie jak działanie nefrotoksyczne , hepatotoksyczne i cytotoksyczne . Cytryna występuje głównie w przechowywanych zbożach, ale czasami także w owocach i innych produktach roślinnych.
Historia
Citrinin był jedną z wielu mikotoksyn odkrytych przez H. Raistricka i AC Hetheringtona w latach trzydziestych XX wieku. W 1941 r. H. Raistrick i G. Smith zidentyfikowali cytryninę jako mającą szerokie działanie przeciwbakteryjne. Po tym odkryciu wzrosło zainteresowanie cytryną. Jednak w 1946 roku AM Ambrose i F. DeEds wykazali, że cytrynina jest toksyczna dla ssaków. W rezultacie zainteresowanie cytryną spadło, ale badań wciąż było dużo. [ wyszczególnić ] W 1948 roku WB Whalley i współpracownicy odkryli strukturę chemiczną. Cytrinina jest związkiem naturalnym i została po raz pierwszy wyizolowana z Penicillium citrinum , ale jest również wytwarzana przez inne gatunki Penicillium , takie jak gatunki Monascus i gatunki Aspergillus , które są grzybami. W latach pięćdziesiątych WB Whalley, AJ Birch i inni zidentyfikowali cytryninę jako poliketyd i zbadali jej biosyntezę za pomocą radioizotopów. [ wyszczególnić ] W latach 80-tych i 90-tych J. Staunton, U. Sankawa i inni również badali jego biosyntezę przy użyciu stabilnych izotopów i NMR . System klastra genów dla cytryniny został zgłoszony w 2008 roku.
W 1993 roku Międzynarodowa Agencja Badań nad Rakiem Światowej Organizacji Zdrowia rozpoczęła ocenę rakotwórczego potencjału mikotoksyn. Zagrożenia dla zdrowia ludzi i zwierząt stwarzane przez mikotoksyny były szeroko analizowane w ostatnich latach. W celu zapewnienia produktywności i zrównoważenia rolnictwa, zdrowia zwierząt i ludzi, dobrostanu zwierząt oraz środowiska, maksymalne poziomy niepożądanych substancji w paszach dla zwierząt zostały określone w Dyrektywie UE Parlamentu Europejskiego i Rady z dnia 7 maja 2002 r. Podczas gdy maksymalne poziomy dla różnych mikotoksyn określono dla szeregu produktów żywnościowych i paszowych, występowanie cytryniny nie jest jeszcze uregulowane tymi lub innymi przepisami na terenie Unii Europejskiej. Organizacja ds. Wyżywienia i Rolnictwa nie zgłosiła jeszcze żadnych maksymalnych poziomów cytryniny w żywności i paszach.
Struktura i reaktywność
Citrinina jest mikotoksyną poliketydową, która jest wtórnym metabolitem niektórych gatunków grzybów. Jego IUPAC to kwas (3R,4S)-4,6-dihydro-8-hydroksy-3,4,5-trimetylo-6-okso-3H-2-benzopirano-7-karboksylowy, a wzór cząsteczkowy to C 13 H 14 O 5 . Citrinina ma masę cząsteczkową 250,25 g/mol. Tworzy nieuporządkowane żółte kryształy, które topią się w temperaturze 175 ° C. Citrinina jest płaską cząsteczką zawierającą sprzężone wiązania. W wyniku tych sprzężonych wiązań cytrynina jest autofluorescencyjna. Kryształy cytryniny trudno rozpuszczają się w zimnej wodzie, jednak rozpuszczanie w polarnych rozpuszczalnikach organicznych i wodnym roztworze wodorotlenku sodu, węglanu sodu i octanu sodu jest możliwe.
Jak wspomniano powyżej, cytrynina rozkłada się w temperaturach wyższych niż 175 ° C, pod warunkiem, że odbywa się to w suchych warunkach. W obecności wody temperatura rozkładu wynosi około 100°C. Znanych jest kilka produktów rozkładu cytryniny, w tym fenolu A, cytryniny H1, cytryniny H2 i dicytryniny A. Struktury produktów rozkładu pokazano na rycinie 1, przedstawionej po lewej stronie. Cytrinina H1 jest wytwarzana z dwóch cząsteczek cytryniny, a jej toksyczność jest zwiększona w porównaniu z pierwotną toksycznością cytryniny. Cytrinina H2, formylowana pochodna fenolu A, jest mniej toksyczna niż cytrynina. Wydaje się, że fenol A jest wytwarzany głównie w warunkach kwaśnych. Dicitrinin A jest dimerem cząsteczek cytryniny, który powstaje głównie podczas rozkładu w środowisku obojętnym, kiedy występuje wysokie stężenie cytryniny.
Sposób, w jaki cytrynina reaguje w organizmie, nie jest jeszcze poznany, nie są też znane jej związki pośrednie podczas biotransformacji.
Współekspozycja z ochratoksyną A
Cytrinina często występuje razem z innymi mikotoksynami, takimi jak ochratoksyna A czy aflatoksyna B1 , ponieważ są one wytwarzane przez te same gatunki grzybów. Najczęściej obserwowaną kombinacją jest cytrynina z ochratoksyną A i jest to również najczęściej badana kombinacja. Efekty współwystępowania tych mikotoksyn mają charakter addytywny lub synergistyczny. Na przykład nefrotoksyczne działanie ochratoksyny A i cytryniny zwiększa się synergistycznie, gdy zachodzi ekspozycja na oba. Ponadto oczekuje się, że współnarażenie na te związki będzie zaangażowane w patogenezę choroby nerek u ludzi, zwanej endemiczną nefropatią bałkańską . Interakcja obu substancji może również wpływać na apoptozę i martwicę hepatocytów .
Obecność w żywności i narażenie
Z dotychczasowych informacji o występowaniu cytryniny w żywności wynika, że stosunkowo wysokie stężenia cytryniny występują w przechowywanym zbożu i produktach zbożowych. Z tego powodu oraz z faktu, że ludzie generalnie spożywają dużo żywności na bazie zbóż, Panel ds. Zanieczyszczeń w Łańcuchu Żywnościowym (Panel CONTAM) uznał, że zboża mogą być głównym czynnikiem narażenia na cytryninę w diecie. Panel CONTAM stwierdził, że w literaturze nie ma wystarczających danych, aby przeprowadzić ocenę narażenia z dietą.
Innym sposobem narażenia na cytryninę jest wdychanie i kontakt ze skórą. Jednak zakres możliwych zagrożeń dla zdrowia spowodowanych wdychaniem cytryniny lub narażeniem cytryniny na skórę jest w dużej mierze niejasny. Naukowcy odkryli, że cytrynina jest również stosowana w materiałach stosowanych w pomieszczeniach. Analizując 79 próbek zbiorczych, stwierdzili, że cytrynina była obecna w trzech z nich, w zakresie stężeń od 20 do 35 000 ng/g. Ponadto w kilku próbkach obecne były inne mykotoksyny.
Toksyczność
Istnieją różne rodzaje toksyczności. Rodzaje toksyczności, które badano dla cytryniny, to toksyczność ostra , nefrotoksyczność, genotoksyczność i rakotwórczość.
Ostra toksyczność
Toksyczność ostra cytryniny zależy od drogi podania oraz gatunku użytego do badań. Podawanie doustne wymagało najwyższej dawki powodującej śmiertelność, a LD50 dla tej drogi podawania wynosi dla królika 134 mg/kg masy ciała (m.c.). Podanie dożylne wymagało najniższej dawki powodującej śmiertelność. LD50 wynosi 19 mg/kg masy ciała dla królika. Dootrzewnowo LD50 wynosi 50 mg/kg masy ciała dla królika. Podskórnie LD50 wynosi 37 mg/kg masy ciała dla świnki morskiej. W uprawie LD50 wynosi 57 mg/kg masy ciała kacząt.
Nefrotoksyczność i rakotwórczość
W badaniu na samcach szczurów stwierdzono, że szczury wykazywały zwiększony stosunek masy nerek do masy ciała po narażeniu na 70 mg cytryniny/kg masy ciała przez 32 tygodnie oraz wzrost stosunku masy wątroby do masy ciała po ekspozycja 80 tygodni. Po 40 tygodniach ekspozycji na cytryninę szczury wykazywały również małe gruczolaki .
Genotoksyczność
W komórkach ssaków in vitro cytrynina nie indukowała pęknięć pojedynczej nici DNA , uszkodzeń oksydacyjnych DNA ani wymiany chromatyd siostrzanych, ale indukowała mikrojądra , aneuploidie i aberracje chromosomalne . In vivo wywoływał nieprawidłowości chromosomalne i hipodiploidię w szpiku kostnym myszy. Wskazuje to, że cytrynina jest mutagenna .
Biosynteza
Cytrinina jest biosyntetyzowana przez grzyby z gatunków Penicillium, Monascus i Aspergillus . Do produkcji cytryniny potrzebny jest minimalny zestaw genów. Geny te są zachowane u większości gatunków wytwarzających cytryninę. Są to citS , mrl1 , mrl2 , mrl4 , mrl6 i mrl7 . CitS wytwarza syntazę cytryniny (CitS). Produktem mrl1 jest hydrolaza serynowa (CitA), ale jej funkcja nie jest jeszcze znana. Mrl2 koduje niehemową oksygenazę zależną od Fe(II) (CitB), która bierze udział w ekspansji pierścienia. Dehydrogenaza aldehydowa zależna od NAD(P) + (CitD) jest kodowana przez mrl4 , a inna dehydrogenaza (CitE) jest kodowana przez mrl6. Gen mrl7 koduje oksydoreduktazę zależną od NAD(P) + (CitC).
Pierwszym etapem biosyntezy cytryniny u grzybów jest związanie syntazy cytryniny ze związkiem wyjściowym, estrem tiolowym. Następnie hydrolaza serynowa, kodowana przez mrl1, tworzy ketoaldehyd, z którym może pracować CitB. CitB utlenia atom C grupy metylowej związanej z pierścieniem aromatycznym i wytwarza alkohol. Oksydoreduktaza kodowana przez mrl7 przekształca ten alkohol w bisaldehyd. Następnie CitD przekształca go w kwas karboksylowy poprzez związek pośredni tiohemiacetalu, który powstaje w wyniku przeniesienia wodorku z NADPH. Ostatnim etapem jest redukcja atomu węgla przez CitE, po której następuje uwolnienie cytryniny. Podczas tej ścieżki uwalnianych jest również kilka produktów ubocznych.
Aspergillus oryzae został przekształcony w celu wydajnej produkcji przemysłowej cytryniny, która zwykle nie jest jednym z jej SM.
Mechanizm akcji
Różne badania in vitro wykazały udział toksyczności cytryniny w obniżonej produkcji cytokin, hamowaniu syntezy RNA i DNA, indukcji stresu oksydacyjnego, hamowaniu ekspresji genów tlenku azotu, zwiększeniu produkcji RFT i aktywacji apoptotycznej śmierci komórek poprzez szlaki transdukcji sygnału i system kaskadowo-kaspazowy.
Produkcja cytokin i żywotność komórek
Johannessen i in. (2007) badali wytwarzanie cytokin i żywotność komórek w odpowiedzi na leczenie cytryniną. Poziomy TGFβ1 wraz z żywotnością komórek zostały obniżone do 90% poziomów kontrolnych po inkubacji przez 48 godzin z 25 μg/ml cytryniny. Inkubacja z 50 μg/ml przez 48 godzin i 72 godziny dodatkowo obniżyła poziomy TGFβ1 i żywotności komórek do 40% i 20% wartości kontrolnych.
Ponadto Johannessen odkrył, że poziomy IL-6 zostały obniżone do 90% po wystawieniu na działanie cytryniny (CTN) w stężeniu 25 μg/ml i do 40% po wystawieniu na działanie 50 μg/ml. Poziomy IL-8 i żywotność komórek również zostały obniżone do 80% i 20% po ekspozycji odpowiednio na 25 i 50 μg/ml CTN przez 72 godziny. Wyniki te pokazują, że plejotropowa cytokina TGFβ1 i cytokiny prozapalne były (nieznacznie) obniżone po ekspozycji na rosnące dawki CTN. IL-6 i IL-8 pozostały jednak przeważnie w nietoksycznych stężeniach.
Wpływ na żywotność komórek i apoptozę
Yu i in. (2006) badali wpływ CTN na żywotność komórek linii komórkowej HL-60 . Po ekspozycji na 25 μM CTN przez 24 godziny nie stwierdzono znaczącego spadku. Jednak po inkubacji w większych ilościach, 50 i 75 μM, ogólna żywotność spadła odpowiednio do 51% i 22% poziomów kontrolnych.
Chan (2007) również przetestował wpływ cytryniny na żywotność komórek, ale w linii embrionalnych komórek macierzystych (ESC-B5) in vitro . Komórki ESC-B5 traktowano 10–30 μM CTN przez 24 godziny i stwierdzono zależne od dawki zmniejszenie żywotności komórek. Chan dalej ustalił, że to zmniejszenie żywotności komórek było spowodowane apoptozą, a nie martwicą, ponieważ ekspozycja na CTN doprowadziła do wzrostu fragmentacji jądrowego DNA lub rozpadu chromatyny, które są cechami apoptozy.
Innymi przesłankami wskazującymi na to, że zmniejszenie żywotności komórek jest spowodowane apoptozą indukowaną cytryniną, są: zwiększona produkcja ROS w ESC-B5, zwiększona Bax i zmniejszona Bcl2 , uwalnianie cytochromu c w cytosolu, stymulacja kaskady kaspazy (wzrost aktywności kaspazy-3 , −6, −7 i −9). Ponadto Huang odkrył, że JNK i PAK2 (oba związane z apoptozą) były aktywowane w sposób zależny od dawki po leczeniu CTN osteoblastów. Huang dalej badał rolę JNK i ROS poprzez hamowanie aktywacji JNK za pomocą inhibitora JNK ( SP600125 ) i stwierdził znaczną redukcję kaspazy-3 i apoptozy, ale bez wpływu na wytwarzanie ROS. Wyniki te sugerują, że ROS jest aktywatorem w górę JNK i może prawdopodobnie kontrolować kaspazę-3 w celu wywołania apoptozy po leczeniu CTN.
Wpływ na odpowiedź immunologiczną
Mikotoksyny ogólnie mogą stymulować lub tłumić odpowiedzi immunologiczne. Liu i in. (2010) badali rolę CTN w tlenku azotu (NO), mediatora prozapalnego, w komórkach MES-13 (kłębuszkowe komórki mezangium z transgenicznej myszy SV40).
Stwierdzono, że endotoksyna LPS i mediatory stanu zapalnego, takie jak IFN-γ , TNF-α i IL-1β, mogą indukować ekspresję genu iNOS (enzym syntezy NO) poprzez aktywację czynników transkrypcyjnych, w tym NF-κB i STAT1a .
Po ekspozycji na CTN wytwarzanie NO zmniejszało się w sposób zależny od dawki i nie było to spowodowane zmniejszeniem żywotności komórek, ponieważ nadal 95% komórek było żywych, podczas gdy wytwarzanie NO spadało o 20 lub 40% dla 15 i 25 μM. Stwierdzono, że ekspresja białka iNOS była zmniejszona po potraktowaniu CTN w porównaniu z komórkami traktowanymi LPS/INF-γ zarówno na poziomie RNA, jak i białka. CTN obniżył również poziomy mRNA fosforylacji STAT-1a i IRF-1 (czynnik transkrypcyjny, który jest celem STAT-1a i może wiązać się z IRE genu iNOS).
Ponadto Liu i in. . (2010) stwierdzili, że dodanie CTN spowodowało niższą aktywność wiązania DNA między NF-κB a LPS/IFN-y, co skutkowało redukcją jądrowego białka NF-κB. Fosforylacja IκB-α, znajdującego się powyżej inhibitora NF-κB, również uległa zmniejszeniu po dodaniu CTN. Wyniki te sugerują, że CTN hamuje ekspresję genu iNOS poprzez supresję NF-κB poprzez blokowanie fosforylacji IκB-α.
Metabolizm cytryniny
Reddy i in. (1982) opisali dystrybucję i metabolizm [ 14C ]cytryniny u ciężarnych szczurów. Szczurom tym podano podskórnie 35 mg/kg cytryniny znakowanej C w 12 dniu ciąży. Ze stężeń w osoczu można było wywnioskować, że radioaktywność szybko zanikała po 12 godzinach i ostatecznie pozostało tylko 0,9%. Całkowity powrót do zdrowia na poziomie 98% stwierdzono w kilku tkankach po 72 godzinach od podania, a procenty reaktywności stwierdzone w wątrobie, przewodzie pokarmowym (głównie jelicie cienkim), nerkach, macicy i płodzie wymieniono w tabeli 1 poniżej.
Tabela 1: Dystrybucja cytryniny w tkankach
| Wątroba | żołnierz amerykański | Nerka | Macica | Płód | |
| 30 minut po podaniu | 9,5% | 6,8% | 3,5% | 0,4% | 0,26% |
| 72 godziny po podaniu | 1,3% | 0,85% | 0,1% | 0,05% | 0,04% |
Większość radioaktywnie znakowanej cytryniny (77%) była wydalana z moczem. Około 21% stwierdzono w kale, był to efekt późny, ponieważ po 30 minutach nie stwierdzono radioaktywności, a tylko 3% po 6 godzinach. Zatem obecność 6,8% radioaktywności w przewodzie pokarmowym po 30 minutach prawdopodobnie odzwierciedlała znacznik wydzielany przez wątrobę i przechodziła przez krążenie jelitowo-wątrobowe, zanim trafiła do jelita.
Metabolity
Po 1 godzinie od podania, metodą HPLC stwierdzono w osoczu jeden metabolit (A). Czasy retencji związku macierzystego cytryniny (C) i tego metabolitu (A) wynosiły odpowiednio 270 i 176 sekund. Metabolit był bardziej polarny niż cytrynina. Próbki moczu w różnym czasie dały dwa metabolity po 180 (A) i 140 (B) sekundach, które były bardziej polarne niż CTN. Próbki żółci pobrane 3 godziny po podaniu wykazały, że czas retencji wynosił 140 sekund, co wskazuje na obecność metabolitu B. Ekstrakty z macicy dały metabolit A (czas retencji: 180 sekund), a płód nie wytworzył żadnego metabolitu, jedynie związek macierzysty cytryninę. Wyniki te sugerują, że tylko związek macierzysty, który znajduje się w osoczu i macicy, może dostać się do płodu, a metabolit (A), również obecny w osoczu i macicy, nie. Może to być spowodowane tym, że metabolit był bardziej polarny i przez to nie mógł przekroczyć bariery łożyskowej.
W porównaniu z samcami szczurów, w moczu, osoczu i żółci znaleziono dwa metabolity o podobnym czasie retencji i bardziej polarnym wyglądzie niż związek macierzysty. Wyniki te sugerują wątrobę jako źródło metabolizmu cytryniny u samców szczurów.
Citrinin i dihydrocitrinon w moczu dorosłych Niemców
Niedawne badanie Ali i in . (2015) zbadali poziomy cytryniny (CTN) i jej ludzkiego metabolitu dihydrocytrynonu (HO-CTN) w próbkach moczu 50 zdrowych osób dorosłych (27 kobiet i 23 mężczyzn). Cytrininę i jej główny metabolit można było pozytywnie wykryć odpowiednio w 82% i 84% wszystkich próbek moczu. Zmierzone poziomy CTN mieściły się w zakresie od 0,02 (granica wykrywalności, LOD) do 0,08 ng/ml, a dla HO-CTN od 0,05 (LOD) do 0,51 ng/ml. Średnie stężenie w moczu wynosiło 0,03 ng/ml dla CTN i 0,06 ng/ml dla HO-CTN. Po dostosowaniu do zawartości kreatyniny 20,2 ng/g crea (CTN) i 60,9 ng/g crea (HO-CTN) było jasne, że pojawienie się metabolitu w moczu jest 3x wyższe. Sugeruje to, że mocz może być potencjalnie wykorzystany jako dodatkowy biomarker ekspozycji na cytryninę.
Skuteczność
Wiele osób spożywa duże ilości produktów zbożowych, a ponieważ cytrynina znajduje się w produktach zbożowych, może to prowadzić do wysokiego spożycia cytryniny. Istnieje obawa o stężenie cytryniny, które powoduje nefrotoksyczność. Na podstawie raportu Europejskiego Urzędu ds. Bezpieczeństwa Żywności krytyczne stężenie cytryniny u dzieci (do 3–9 lat) wynosi 53 μg/kg zbóż i produktów zbożowych, podczas gdy u dorosłych od 19 do 100 μg/kg. Niestety, nie ma jednoznacznych wniosków dotyczących dokładnego stężenia cytryniny, które może powodować nefrotoksyczność przez długi czas.
Niekorzystny efekt
Badania wykazały, że nerki są głównym narządem docelowym cytryniny. Pokazuje zmianę histopatologiczną i łagodną chorobowość nerki szczura. Cytrinina powoduje zaburzenie czynności nerek u szczurów, co wskazuje na gromadzenie się cytryniny w tkance nerkowej. Wykazano również, że cytrynina jest transportowana do komórek kanalików proksymalnych nerki. Do tego procesu transportu wymagany jest transporter anionów organicznych. Ostatnie badania pokazują, że mitochondrialny układ oddechowy jest kolejnym celem cytryniny. Cytrinina może zakłócać system transportu elektronów, strumienie Ca 2+ i przepuszczalność błony.
Przeprowadzono również kilka eksperymentów na zwierzętach hodowlanych, takich jak świnie i kurczaki, aby zobaczyć wpływ cytryniny.
Eksperymenty na świniach
Świnie prawdopodobnie spożywają cytryninę z paszy. Zaobserwowano, że po podaniu 20 i 40 mg cytryniny/kg masy ciała świnie cierpią na zahamowanie wzrostu, utratę masy ciała i cukromocz oraz spadek poziomu β-globuliny po 3 dniach.
Eksperymenty na kurczakach
U kurcząt brojlerów po podaniu 130 i 260 mg cytryniny/kg masy ciała przez 4–6 tygodni obserwuje się biegunkę, krwotoki w jelicie oraz powiększenie wątroby i nerek. 2 Różne skutki występują u dojrzałych kur niosek, które są narażone na 250 mg cytryniny/kg masy ciała i 50 mg cytryniny/kg masy ciała. Narażenie to spowodowało ostrą biegunkę i wzrost spożycia wody.
